免疫组化抗体用量（免疫组化抗体用量计算）

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• 1、免疫组化技术的标准化质控管理
• 2、石蜡免疫组化买回来的抗体原液如何稀释？要稀释1:50和1:200两种，能用市面上卖的抗体稀释液吗？谢谢
• 3、抗原修复的作好免疫组化染色必须注意的问题

免疫组化技术的标准化质控管理

免疫组化技术的标准化质控管理 【关键词】 免疫组织化学；病理学,临床；质控管理

免疫细胞学是免疫学与细胞化学相结合的一个分支学科，它是在免疫学理论基础上利用抗原与抗体的特异性反应，在细胞或组织中定位抗原或抗体。免疫组化技术是用标记物或显色物标记的抗体检测细胞和组织内的抗原，从而达到诊断和研究疾病的目的。随着免疫组织化学技术在临床病理研究与诊断中的广泛应用，因其反应步骤多，影响因素复杂，质量控制已被越来越多的病理技术专家重视。2008年全国病理学技术进展和应用研讨会上提出将质控应用到免疫组化技术上。本文对免疫组化技术的标准化质控管理进行了探索，现介绍如下。

1 标本的固定

为了更好地保持细胞和组织原有的形态结构，防止组织自溶，必须对标本进行固定。标本固定的好坏是影响病理诊断的关键，同样也影响免疫组化的结果，所以固定是质控的首要也是关键步骤。影响标本固定主要因素有以下几点。①标本离体后固定不及时：一般离体标本要求15 min内必须固定[1]，最好是在手术室由专业的护士将离体的标本用清水冲洗干净后立即放入质量浓度40 g/L中性甲醛内，固定液的用量为标本体积的5～10倍。而目前本院手术室做不到这一点，这就要求病理技术员在接到标本后要及时固定，不能延误时间。但是在手术室和路上延误的时间不能控制。因此，呼吁临床医生应和病理科联合起来，将标本固定地点放在手术室，以使标本及时固定，减少因固定不及时而出现的诊断困难。②标本固定的时间：40 g/L中性甲醛渗透速度一般是2 mm/h，随着时间延长速度会逐渐减慢，增加浓度反而会降低渗透速度。一般手术标本用40 g/L中性甲醛固定的时间以12～24 h为佳，最长不要超过72 h；如穿刺标本可用AFF液固定2～4 h。有研究显示，用40 g/L中性甲醛固定1周后的标本，其组织抗原几乎不能被检出[1]。但是，日常工作中常常会遇到有人催发病理报告的情况，他们希望病理科的报告最好像检验科那样早晨送下午就能拿到。这种情况下只有缩短制片程序，包括固定时间，这种操作只会增加病理诊断的风险，埋下误诊的隐患。③固定液的种类及浓度不恰当：免疫组化检测常用的固定液有40 g/L中性甲醛、40 g/L钙?甲醛、40 g/L多聚甲醛磷酸缓冲液等。穿刺标本可用AFF液固定。固定液浓度过高、过低都会因组织固定差而导致组织抗原丢失或易出现非特异性背景染色，从而影响免疫组化结果。EDTA是用于骨组织脱钙的螯合剂，因在脱钙过程中对组织的破坏性小而得到广泛使用，缺点是脱钙时间太长。④标本固定时处理不当：如淋巴结组织往往因包膜没切开，影响了固定液的渗透，而使组织固定差。大标本因没切开固定，而使标本固定不匀等，都可影响免疫组化染色。我们接诊了很多低级别医院来会诊标本，都存在以上问题，因固定差而直接影响免疫组化结果及诊断。

2 切片与烤片

免疫组化检测的切片厚以3～4 μm为宜，淋巴结组织可行2 μm厚切片，太厚影响染色结果和诊断。因免疫组化反应步骤多，易出现脱片现象，需要将载 玻 片处理后方可使用。处理方法：先将载 玻 片用肥皂水洗净后，放入清洁液中浸泡12～24 h，清水冲洗2 h，蒸馏水洗5遍，体积分数0.95乙醇浸泡后，用干净的绸布擦干，再挂胶。挂胶方法有很多种，如： APES、铬矾明胶液、多聚赖氨酸等。切片裱片要完整，不能有气泡，烤片时温度不能过高，65 ℃烤30 min即可进行染色。烤片时间过短易造成脱片，温度过高或过长可破坏抗原。

3 减少或消除非特异性染色

组织中非抗原抗体反应出现的阳性染色称为非特异性背景染色。最常见的原因是蛋白吸附于高电荷的胶原和结缔组织成分上。常见的消除方法有：①在滴加第一抗体前用体积分数0.02～0.05山羊血清或牛血清封闭组织上带电荷基团，而除去与第一抗体的非特异性结合。此种方法一般用于不需抗原修复的抗体或内源性生物素较高的组织效果佳。②体积分数0.03～0.06过氧化氢法是目前最常用的方法之一，我们认为体积分数0.05过氧化氢处理10～15 min的效果较好。③洗涤过程中用高盐缓冲液冲洗切片，也是消除非特异性染色的方法之一。方法是将磷酸缓冲液中加入10 g/L的氯化钠（pH 7.4）。④稀释抗体浓度，但必须通过阳性对照来掌握稀释的最佳浓度。我们的实践证明，应用北京中杉试剂公司生产的PV?9000二步法试剂盒，可有效地避免内源性生物素造成的非特异性染色，且操作简便。4 抗原修复

免疫组化在病理学上的应用常因甲醛固定等因素影响造成抗原失活。解决因固定包埋导致抗原失活的问题有3个途径：①开发新型抗体以识别甲醛固定后的组织抗原或提高免疫组化试剂的'灵敏度；②用改良固定液取代甲醛；③挽救因甲醛固定而失活的抗原，即抗原修复。而后者因方法简单而增敏效果显著，在病理技术中得到广泛应用。抗原修复是影响染色结果的最关键因素，目前最常用的是加热煮沸法，少数用酶消化法。加热抗原修复是1991年由SHI等最先报道，其机制是通过加热打开了组织抗原因甲醛固定所引起的抗原表位的交联。修复的方法有高压法、微波法、水浴法等。英联邦免疫细胞化学室间质控组织（UK NEQAS?ICC）进行的有105家实验室参与、历时两年的研究结果显示，ER、PR染色偏弱是由于微波加热时间不足与实验中操作控制不当所致，强烈推荐使用高压抗原修复[2]。国内也有专家研究表明，目前抗原修复最突出和最顽固的问题是修复不够。各种修复方法染色强度比较，高压法水浴法微波法。抗原修复液常用的有枸 橼 酸缓冲液（pH 6.0）、EDTA缓冲液（pH 8.0～9.0）等。在2008年全国病理学技术进展和应用研讨会上周小鸽教授做了以下实验（图1）：A类抗原在任何pH条件下，修复效果都很好；B类抗原在低和高pH时，修复效果好，但在中等pH时，修复效果很差；C类抗原随着pH的增高，修复结果越来越好。如果实验室只想用1种修复液，又能兼顾3类抗原，就可选择图中3条曲线最靠近的区域所对应的pH值，此处所对应的pH为8.0～9.0。因此，他认为高pH修复液比低pH修复液更好。我们认为高压修复具有压力稳定、受热均匀、阳性检出率和阳性强度高、背景着色少等优点，对核染色阳性的抗原用pH 9.0的EDTA修复液效果较好，胞浆胞膜染色阳性的用pH 8.0的EDTA抗原修复液修复的效果较好，但如果采用pH 9.0的EDTA在高压修复时易脱片。高压修复的方法是：先将高压锅内的修复液煮沸，将切片放入高压锅内，将压力加热至最大（105 kPa）1～2 min,加热功率不要大于1 000 W。有研究表明，Ki67与P53在使用电磁炉加热时，随着功率的增强，阳性强度反而减弱。我们认为只要功率在800 W左右，不管是电磁炉还是电炉加热对免疫组化的结果影响都不大。

石蜡免疫组化买回来的抗体原液如何稀释？要稀释1:50和1:200两种，能用市面上卖的抗体稀释液吗？谢谢

IHC 一抗稀释比例可以参考说明书，抗体稀释液的成分都大同小异，主要就是BSA+PBS/TBS，所以一般的抗体稀释液就能用了。

抗原修复的作好免疫组化染色必须注意的问题

I、为达到免疫组织化学技术的要求，组织固定越新鲜越好。

在免疫组化最后结果的判断时，常可见到均匀一片的似非特异性染色的现象，经多方研究认为，它是一种假性非特异性的染色。因为肿瘤组织中含有的抗原较易发生扩散弥散，肿瘤细胞无限制的生长和生长过速，导致肿瘤中间部分组织血液供给困难，造成缺血坏死，坏死细胞中的抗原由于机体的作用，可以被均匀地散布于细胞与细胞间的间质，这是抗原发生弥散的一种方式。另一种抗原弥散的方式就是，由于组织没有及时的固定所引起的。离体的组织不及时固定，组织就会自溶，抗原就会扩散，这是一非常普通的常识，但要做好却是极不容易。标本从外科切除到浸入固定液需要经过一段时间，在这段时间里，有的抗原就可以发生扩散。虽然已浸入了固定液，但标本较大，固定液的量又不足，当然由于固定液的渗透需要时间，当渗入到组织之中时，中间的细胞已发生了变化，抗原也随着发生扩散，这种现象在产酶多的器官是比较明显的，如胃癌，当切除后标本较大，虽然在手术室期间已放入了固定液，但固定液要透过肌层达到胃粘膜面起码需要几个小时的时间，当固定液发挥作用时，组织已经发生变化。因此，这了达到免疫组织化学染色的要求，对于离体的组织尽量快的进行固定，有条件的应将其剖开，早取材，早固定。

II、组织脱水必须彻底干净

组织块取材不能太大过厚，才能较好地完成脱水的过程。如果取材太厚，在较短的时间内脱水不完全，将可引起一系列的问题，比如浸蜡不彻底，切片不好完成，切不完整。由于先天不足，导致后来切片染色的脱落，造成染色的失败，或者由此反复操作，造成人力物力的浪费，造成病理报告的延期发出等。因此，对取材的要求是除了要求要有艺术性外，即平整、外观好看，还要求适中。

III、切片必须完整、均匀、平展、无邹折、

应用于免疫组织化学染色的切片，对切片的质量要求较高，切片必须完整，平展、无汽泡，无邹折，这样有利在染色时的冲洗，有利于切片的牢固附贴。如果切片不平展，免疫组化染色后，可出现染色不均匀的现象，颜色深浅不一，　不平。如果切片有汽泡切片在烘烤时，由于汽泡的破裂影响了汽泡周围的组织，在其周围可观察到深浅不一的染色。如果切片有邹折，免疫组化染色后，在邹折的地方有深浅不一的颜色，这是一种假阳性，容易引起混淆。

IV、切片的附贴必须牢固，必须使用合适的粘贴剂。

免疫组织化学染色前的前期准备工作，就是必须对新的载玻片进行处理，新的载玻片表面看起来很干净，有人认为不需要进行任何的处理，都能够适合使用，这是一种错误的想法。新出厂的载玻片，表面复盖着开一层油脂样的物质，如果不加以处理，对切片的附贴是极为不利的。我们的做法是：新的载玻片，放于玻璃清洗液中浸泡4小时甚至过夜，然后取出，经自来水彻底冲洗后，浸入酒精中达2小时以上，取出擦干备用或烘干也可。然后再将载玻片浸入了－氨基－三乙氧基－硅烷（3－Aminopropyl triethoxy-silane）的稀释液（1：50用丙酮或无水乙醇稀释都可以）中硅化10分钟，后经无水乙醇洗2次，烘干即可使用。

V、切片必须烘烤附贴牢固，既要经得起抗原修复时高温的作用而不使轻易脱片，又不至于破坏抗原。

应用于免疫组化染色的切片。由于整个过程需经几个阶段的处理，如抗原修复时抗原修复液的沸腾且需持续十几分钟，PBS的反复冲洗，有的甚至于4℃冰箱中孵育达十几小时。因此，对切片的质量要求很高，尤其是切片的附贴程度。以往有人主张切片在60℃以下烘烤30-60分钟即可按此进行结果是切片掉片严重，切片松动率占100%。切片究竟烘烤多长时间才合适，既不脱片和适合各项要求，又不至于破坏抗原。几组实验[]诊断P173认为，切片在60℃的恒温干燥箱中烘烤2-5小时最为合适。这是因为：抗原可耐受如此的温度，病理科一般使用的石蜡，其熔点在60℃左右，组织浸蜡时，浸蜡箱中的温度，一般都调在65℃左右，组织在这样温度中要浸泡2小时以上，才能达到彻底地浸蜡。组织中的抗原已经受了65℃的温度考验，保存下来的抗原，都已具有耐热性。另外，经上述时间烘烤出来的切片，附贴牢固，抗原保存好，染色成功率达100%，保证了病理诊断的及时性和准确性。

特需要注意的是，不管是应用于诊断的切片还是研究用的切片，烘烤后应尽快进行染色。如果切片切完后，迟迟不进行染色，存放于室温中或工作冰箱中，切片中的抗原将会随着时间的延长而逐渐消失，甚至出现假阴性。原则上是新鲜切片，即行染色，染多少张切多少张，这样才能尽可能的保存表达更多的抗原。

VI、切片脱蜡必须干净，否则将会影响免疫组化染色的最后结果。

蜡不溶于水，不与其它的临床使用的抗体相融合。它只能靠特用的试剂，处理足够的时间，才能将其除去。如果脱蜡不干净，少许蜡存留于切片上，将会引起许多弊病，如染色不均匀，阳性物时隐时现，真假难辨，背景染色增加等。为了解决上述的问题，切片在染色前必须彻底脱蜡，目前用于脱蜡的试剂主要是二甲苯，因它脱蜡力强，脱蜡时间较短。较受使用者的青睐。脱蜡的时间要根据季节，室温和试剂的新鲜程度采用不同脱蜡时间。如果在夏天，室温较高，脱蜡试剂也新鲜，则脱蜡时间不需很多，3-5分钟就已足够。如果在冬天，室温较低，脱蜡试剂也较陈旧，则脱蜡时间需要延长，10-20分钟或更长。总之，操作时应根据不同的季节，不同的室温，不同的试剂来决定脱蜡的时间，原则上是要彻底，干净，完全地脱去切片上的蜡。为了做到这一步，切片在脱蜡前的加温将有助于完成上述的要求。比如：当天切的切片，烧烤2小时后进行染色，切片带有温度进行脱蜡这将可加速脱蜡的过程，如果预先切好烤好的切片，在染色前，还必须对切片进行加温10-20分钟，然后再行脱蜡，这样脱蜡速度加快，效果也会更好。

VII、必须彻底抑制内源性过氧化物酶的活性，才能降低背景的染色。

在各种组织中都含有很多的内源性过氧化物酶，尤其在红细胞，中性粒细胞，单核细胞嗜酸性细胞，出血的组织坏死的组织等等。含有这种酶的各细胞和组织如果在染色前不对其进行处理和抑制，它们将会在DAB底物的显色时，与HRP一样催化底样，使之显色，使之生成与阳性物一样的黄棕色，造成混乱。为止，在免疫组化染色前，都必须对内源性过氧化物酶进行抑制。当然，对它们进行彻底的消除是不行的，因为抑制太厉害，对抗原也会有相同的抑制作用。氢在抑制内源性过氧化物酶时，也要注意对抗原的保护，抑制也只能针对它们中的大部分，在DAB显色后，显示出淡黄色，这就足以与真正阳性物区别。抑制剂常用的是0.3%的H2O2，也可将其称为1%H2O2，因为市售的H2O2的浓度为30%，按其净含量则为0.3%，如果按其溶液的用量则为1%。

关于H2O2的使用，有的使用是单纯的H2O2稀释溶，有的使用是H2O2甲醇混合物。根据实验，认为H2O2甲醇较适合于大多数的情况，因为除了H2O2外，甲醇对各种酶，都有钝化的作用，因此H2O2甲醇的双重作用效果较好。陈尚平等认为在多数情况中，用甲醇H2O2已经获得令人满意的结果。

VIII、须适当合理地使用封闭试剂

为了减少背景产生的非特异性染色，在免疫组化染色的过程中，在加入一抗孵育前，常常加入非免疫动物血清，以减少背景的染色，陈尚季等认为：抗体是高度的电荷分子，可能与带有相应电荷的组织成分无特异性地结合（如胶原）。由于这种非特异性结合，将导致标记的部分局部化（轭合物）和胶原的假阳性染色。要用一种不相干的抗体居先处理，可能减少和标记的抗体无特异性结合。

以往，血清的使用有很多，如：小牛血清，马血清，山羊血清，绵羊血清，兔血清，浓度也有很多种，如：1%.2%.或1：5、1：10、和1:20.

必须选择合适的抗体以及对作适当的保存和配制。

VVI、选择合适的抗体

至今为止，应用于临床的常用抗体有几十种，在这当中又可分为两种类型。