类器官免疫细胞共培养（免疫细胞体外培养）

本文目录一览：

• 1、如何做树突状细胞和t细胞的干细胞美容针需要打几次共培养
• 2、细胞共培养是什么意思
• 3、#综述# 类器官在肿瘤研究中的进展和应用前景
• 4、肺成纤维细胞为什么要和巨噬细胞一起进行原代共培养
• 5、免疫细胞有哪些？它们的功能是什么？
• 6、免疫细胞疗法有什么作用

如何做树突状细胞和t细胞的共培养

Analysis of T Cell Proliferating and Polarizing Potential of Murine Dendritic Cells in Allogeneic-mixed Leukocyte Reaction

建立可同时研究T淋巴细胞增殖和树突细胞极化的共培养体系

免疫学 免疫细胞功能 树突细胞

哺乳纲 鼠科 脾脏 基于细胞的分析方法

作者: Pawan Kumar and Sangeeta Bhaskar

Vol 6, Iss 5, 2016/3/5, 1149 views, 0 QA

DOI:

[Abstract] Dendritic cells (DCs) play a critical role in mounting the T cell response against different infectious agents. Nature and intensity of the induced T cell responses are defined by activation status of DCs. It is generally accepted that IL-12, IL-4/IL-5 and IL-23 producing DCs induce TH1, TH2 and TH17 type of immune responses, respectively (Kumar et al., 2015). Besides cytokines, levels of co-stimulatory molecules on DCs also influence the response of T cells.

The activation status of DCs can be determined by examining DC culture supernatants for different cytokines and by analyzing expression of co-stimulatory molecules on these cells. However, these approaches provide indirect information about T cell activating potential of DCs. Analysis of T cell responses in a co-culture system is a more direct approach to examine T cell proliferating and polarizing efficacy of DCs.

A protocol to analyze the T cell proliferating and polarizing potential of DCs in an allogeneic mixed leukocyte reaction (allo-MLR) is described here.

Materials and Reagents

RPMI-1640 medium (HiMedia Laboratories, catalog number: AT028 )

Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline (HiMedia Laboratories, catalog number: TS1006 )

Heat-inactivated fetal bovine serum (Biological industries, catalog number: 04-121-1A )

Antibiotic-antimycotic (penicillin-streptomycin) solution, 100x (HiMedia Laboratories, catalog number: A002A )

Round bottom, 96-well cell culture plates (Corning, catalog number: 3799 )

Dendritic cells (derived by culturing mouse bone marrow cells in the presence of recombinant GM-CSF) (PeproTech, catalog number: 315-03 )

Untouched CD4+ and CD8+ T cells from allogeneic mouse strain (isolated from spleen of Balb/c mice using CD4 T cell enrichment kit and CD8 T cell enrichment kit (BD, catalog number: 558131 and 558471 , respectively)

Fluorochrome-conjugated FITC anti-mouse CD3, PE anti-mouse CD4 and PE anti-mouse CD8 antibodies (BD Pharmingen, catalog number: 555274 , 553730 and553032 , respectively)

Concanavalin A (Sigma-Aldrich, catalog number: C5275 )

3H-thymidine (BARC)

Trypan Blue (Sigma-Aldrich, catalog number: T8154 )

RPMI-10 (see Recipes)

Equipment

Haemocytometer

Humidified CO2 incubator

Laminar air flow bio-safety cabinet

Centrifuge

Gamma-irradiator

Microscope

Flow-cytometer

Procedure

Harvest mouse bone marrow-derived dendritic cells (BMDCs) from plates by gentle pipetting, give a wash with PBS and prepare the suspensions of 1.0 x 105, 2.0 x 105 and 4.0 x 105 cells per ml in RPMI-10 medium.

(BMDCs are derived by culturing mouse bone marrow cells in the presence of GM-CSF. Briefly, add 4 x 106 bone-marrow cells per well of 6-well plate in RPMI-10 medium supplemented with 20 ng/ml GM-CSF. Remove culture medium along with non-adherent cells on day 3 and day 5, and fresh 4.0 ml GM-CSF-supplemented medium to each well. Harvest immature DCs on day 7 by gently pipetting. After giving a wash in RPMI-10 medium, cells can be used for subsequent experiments. Purity of DCs derived following this protocol is ~85%. These cells can be used directly in allo-MLR or can be further purified.)

To analyze the ability of DCs to induce T-cell proliferation, add 50 µl of DC suspensions (equivalent to 0.5 x 104, 1.0 x 104 and 2.0 x 104 DCs) per well in a round bottom plate in triplicates.

(It is necessary to plate the increasing number of DCs to achieve an increasing ratio of stimulator cells to responder cells. It is advised to not add DCs into outer wells of the plate because culture media tend to evaporate from these wells at higher rates. Instead, these wells can be filled with autoclaved distilled water).

To analyze the ability of DCs to induce T-cell polarization, similarly add 50 µl of 2.0 x 105 cells/ml DC suspension (= 1.0 x 104 cells) per well in a round bottom plate in triplicates.

Add the desired stimuli such as LPS or heat-killed mycobacteria to plated DCs and adjust final volume of total contents per well to 100 µl.

[Dilute stock solution of LPS or mycobacterial suspension to required concentration in RPMI-10 medium. LPS could be used at a concentration of 0.1 to 1.0 µg/ml, whereas heat-killed bacteria (prepared by autoclaving) can be used preferably at a multiplicity of infection (MOI) of 5 to 10].

Keep plates in a humidified CO2 incubator for 24 h.

Next day, isolate CD4+ and CD8+ T lymphocytes from the spleen of naïve allogeneic mice using a negative selection kit as suggested by manufacturer. Determine purity of lymphocytes using anti-mouse CD3/CD4 and CD3/CD8 antibodies by flow cytometry.

Note: If DCs are derived from C57BL/6 mice, lymphocytes can be prepared from Balb/c mice.

Irradiate DCs with gamma-rays in a gamma-irradiation chamber (irradiation dose, 25 Gy). Irradiation will prevent the proliferation of DCs, which could otherwise give false results.

Adjust concentration of lymphocytes to 1.0 x 106 cells/ml. Add 100 µl of cell suspension to irradiated DCs.

Set positive controls by stimulating CD4+ T cells and CD8+ T cells with Concanavalin A (final concentration, 5 µg/ml).

Keep plates at 37 °C in a humidified CO2 incubator.

After 72 h, add 1.0 µCi 3H-thymidine per well of the plate set up with T cell proliferation assay. Keep plates back into the CO2 incubator.

After 18 h, transfer plates to -20 °C. Plates can be thawed immediately or next day.

Harvest the cells onto a filter paper and wash them using an automated cell harvester.

Measure the 3H-thymidine levels on filter paper using a beta scintillation counter.

Collect culture supernatants from plate set up with T cell polarization assay, after 96 h. Store supernatants at -80 °C or immediately analyze for TH1, TH2, TH17 signature cytokines by ELISA.

Recipes

RPMI-10

RPMI-1640 base medium supplemented with 10% heat-inactivated FBS and 1% antibiotic-antimycotic solution

References

Kumar, P., John, V., Marathe, S., Das, G. and Bhaskar, S. (2015). Mycobacterium indicus pranii induces dendritic cell activation, survival, and Th1/Th17 polarization potential in a TLR-dependent manner. J Leukoc Biol 97(3): 511-520.

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How to cite this protocol: Kumar, P. and Bhaskar, S. (2016). Analysis of T Cell Proliferating and Polarizing Potential of Murine Dendritic Cells in Allogeneic-mixed Leukocyte Reaction. Bio-protocol 6(5): e1750. DOI: 10.21769/BioProtoc.1750; Full Text

细胞共培养是什么意思

细胞共培养就是两种不同的细胞共同培养

目的：共培养体系主要用于诱导细胞向另一种细胞分化,诱导细胞自身分化,维持细胞功能和活力,对细胞增殖进行调控,促进早期胚胎的发育和提高代谢产物的产量.

#综述# 类器官在肿瘤研究中的进展和应用前景

摘要： 肿瘤是目前威胁人类健康的重要因素。靶向肿瘤的新药与肿瘤免疫新疗法的研发如火如荼，这些研究为攻克肿瘤带来了全新的希望。但受限于患者作为研究对象的不可操控性，而实验动物与人差异巨大，目前从基础到临床的转化效率极低，肿瘤类器官的兴起为转化医学提供了全新的技术平台。从最初单个肿瘤样本类器官的成功构建，到现在建立了大规模的肿瘤类器官库，肿瘤类器官研究已经成为肿瘤基础和临床研究中的重要工具，尤其在结合基因修饰技术的基础上，对揭示肿瘤发生发展的机制、快速评估肿瘤药物与免疫细胞的治疗效果意义重大。

关键词： 肿瘤；类器官；基因修饰；新药研发；免疫疗法；临床转化

抗生素和疫苗发现以前，传染性疾病曾肆虐全球，是人类健康的头号杀手。而现今，非传染性疾病已成为健康问题的主要影响因素，其中，肿瘤更是首要致死原因。最新统计学数据预测，2018年将有超过1800万新增肿瘤病例，960万肿瘤死亡病例[1]，肿瘤所造成的巨大经济、社会负担毋庸置疑。

人类与肿瘤的斗争历史源远流长。从希波克拉底时代开始，就有对肿瘤的描述性研究，包括其生长形态、表面溃烂的形成与否等等，肿瘤（carcinoma/carcinos）在希腊语是螃蟹（crab）的意思，由此，罗马医生将carcinoma/carcinos翻译为cancer，成为癌症的最初定义。近年来，随着理论和技术的飞速发展，包括“肿瘤是不可愈合的创口”、“种子与土壤学说”、“肿瘤免疫互作四部曲”、“肿瘤放射化学药物疗法”、“肿瘤免疫治疗”等，我们对肿瘤的认识日渐深入，部分肿瘤甚至已经有了完全治愈的方法。但目前对绝大多数肿瘤，我们一方面没有有效的预防和监测手段，另一方面可以选择的治疗策略极其有限。因此，对肿瘤的研究一直是生物医药领域的核心热点。有意思的是，每年肿瘤相关研究的学术论文发表量数以万计，绝大多数肿瘤在实验室已经得到了成百上千次治愈，但能真正转化到临床应用的治疗方案却极少。美国食品与药品监管局统计发现，临床前研究具有治疗作用的新药进入临床试验后，85%在早期就被证明没有效果，而那些成功通过三期临床试验的药物，只有一半能被FDA批准进入临床应用[2]。目前肿瘤新药研究的主要工具是体外培养的肿瘤细胞和啮齿类动物（主要是小鼠）上建立的肿瘤模型，但越来越多的证据表明，小鼠与人在疾病过程中的变化及其对药物的反应性存在一定的差异[3]。此外，小鼠模型通常只能模拟人类疾病的一个阶段，无法从病因、时间和进展速度等方面再现人肿瘤发生发展的全过程，在此基础上开发的肿瘤治疗方案，并不能预测其临床应用的有效性。更重要的是，实验小鼠基因背景、生长环境、致病因素和用药处理均非常单一，自然无法应对临床多种多样肿瘤病人的复杂情况。

动物模型的局限性促使人们转向直接研究肿瘤病人标本，常用的人源肿瘤模型包括人来源肿瘤细胞系培养和免疫缺陷动物人源肿瘤组织异种移植。肿瘤细胞培养的确提供了研究特定患者肿瘤细胞特性及其对药物敏感性的机会，但并非所有肿瘤均能成功体外扩增，另外，体外单一肿瘤细胞培养使其丧失了与肿瘤微环境中其他男士面部护理方法组分的相互作用，而肿瘤微环境对肿瘤的发生发展以及对药物的反应性决定至关重要。同样，人源肿瘤组织异种移植至免疫缺陷小鼠中也存在类似的问题，一方面移植成功率较低，另一方面免疫缺陷小鼠形成的肿瘤微环境与患者体内环境相差较大，可能导致肿瘤组织发生小鼠样进化[4]。

1 类器官在肿瘤研究中的发展

近年来，组织器官3D培养技术发展迅猛。2009年，Hans Clevers实验室将单个LGR5+小肠干细胞种植于含有R-spondin1、EGF、BMP抑制剂等干细胞维持因子的基质胶中，发现干细胞增殖分化，形成了具有增殖隐窝和高分化绒毛的类小肠结构[5]。随后，该实验室在小鼠小肠干细胞成类器官技术的基础上，进一步加入Wnt3A

nicotinamide、Alk抑制剂及p38抑制剂，实现了人结直肠肿瘤类器官培养[6]。同年，Eduard Batlle实验室分离出人大肠EPHB2高表达干细胞，并在体外3D培养中使单个细胞分化成为具有维持长期自我更新和多向分化潜能的大肠隐窝结构[7]。随后，包括前列腺[8, 9]、味蕾[10]、食管[11]、输卵管[12]、肝脏[13]、胰腺[14]、胃[15]、唾液腺[16]和乳腺[17]等在内的多个器官均成功在体外获得正常组织或肿瘤的类器官（图一）。由此可见，利用目前对肿瘤细胞和肿瘤微环境相互作用机制的认识，从肿瘤病人样本出发，通过加入多种细胞因子或小分子抑制剂，构建出患者特异性的肿瘤类器官，用于新药筛选和药物敏感性研究是可行的。

相比于传统2D培养和肿瘤组织异种移植，肿瘤类器官一方面构建成功率明显增高，且可长期低成本快速培养，便于基因修饰和大规模药物筛选等；另一方面，3D培养保留了肿瘤的组织特性，在研究过程中不会丢失肿瘤微环境的影响作用，为肿瘤药物研发提供更真实的环境。目前已经成功构建出包括结直肠癌、乳腺癌、胰腺癌、前列腺癌、肝癌、胃癌等在内多种组织的肿瘤类器官。常用的肿瘤类器官构建技术有两类，一种是通过诱导性多能干细胞（induced pluripotent stem cells，iPSCs）分化而来，另一种是直接来源于肿瘤组织。iPSCs来源的肿瘤类器官构建成功与否很大程度上依赖于肿瘤类型，操作更复杂，由此导致构建效率较低。此外，依靠iPSCs分化获得的肿瘤类器官也会丢失肿瘤微环境的复杂性。因此，直接通过肿瘤组织培养或干细胞分化，辅以细胞因子、肿瘤基质等补充，是肿瘤类器官研究的发展趋势。

肿瘤类器官对源肿瘤组织异质性的保存是类器官研究的核心基础。研究发现，肿瘤组织体外类器官培养可以获得大量不同特性的肿瘤类器官，单个类器官分析结果也表明同一肿瘤来源的类器官的异质性[18]。与此同时，组织化学分析发现肿瘤类器官内部即存在与源肿瘤相似的组织结构，通过原位DNA分析进一步证实类器官中同样存在源肿瘤相同的基因突变位点[18]。由此可见，肿瘤类器官在基因、转录、代谢、细胞和组织学上均较高水平地重现了其来源肿瘤的多样性和复杂性。更重要的是，体外培养过程对肿瘤类器官不会呈现明显均一化[19, 20]。但也有研究利用荧光标记不同突变体实验发现，大肠癌肿瘤类器官体外培养30-40天后，类器官会被某一种荧光标记的细胞主导，意味着培养过程中的确出现了特定突变体细胞优势生存的现象[21]。但这一现象并非体外类器官培养所独有，在体肿瘤中各类突变体也非均匀分布。由此说明肿瘤类器官确实在很大程度上模拟了在体肿瘤的各方面特性，是目前肿瘤基础研究和临床应用之间相互转换跨越的桥梁。

2 类器官在肿瘤发生发展机制研究中的应用

肿瘤的发生初始于细胞基因突变的累积，大量临床数据和实验室结果都显示正常个体内即存在大量的突变，且这些突变与年龄、生存环境、生活方式等均有一定的相关性，但并非所有的突变都会诱发肿瘤，不同组织对突变的耐受程度也不同。虽然已经有许多细胞和动物实验阐明从突变到肿瘤生成的关键因素和决定机制，由于无法监测和干预人体内肿瘤发展最初期的过程，目前对人体内肿瘤发生发展的认识还非常粗浅。类器官培养技术的兴起，为研究人体正常组织向肿瘤组织转变的过程提供了可能。

统计预测发现高达五分之一的肿瘤与感染相关[22]，虽然从感染到肿瘤的发展过程已有研究加以证明，但具体发生机制，尤其在人体内是如何进展的尚不明确。将病原体与健康组织类器官共培养，观察在感染情况下健康组织的突变起始和累积过程，评估感染作为肿瘤危险因子的相关性。如胃类器官可作为研究幽门螺旋杆菌在胃癌发生中作用机制的载体，精细观察幽门螺旋杆菌在胃上皮细胞的定植和克隆，及其对胃上皮细胞在基因、转录和蛋白水平的影响。结果显示在幽门螺杆菌注入能引起胃类器官发生强烈的炎症反应[23]，而慢性炎症与肿瘤发生有着密不可分的联系。此外，沙门氏杆菌与胆囊癌、人乳头状瘤病毒与宫颈癌、乙型肝炎病毒与肝癌等等，均可利用相应组织的类器官，研究病原体与宿主细胞之间的相互作用及致瘤机制。由于感染诱发肿瘤往往是一个长期慢性的过程，且伴随炎症的发生，因此，一方面类器官的长期稳定培养是前期基础，另一方面，在上皮细胞构建的类器官基础上，引入免疫系统和组织基质也是类器官应用的重要需求。

除了感染，肿瘤危险因素还包括年龄、家族史、物理化学诱变因素等，而这些因素诱导的突变累积是一个长期存在的过程。通过分析比较不同年龄供体来源、不同组织类器官中的突变体发现，体内的确以平均每年新增40个突变位点的速度在累积，且不同组织间突变模式相差较大，这可能是由于不同组织中细胞更新增殖水平相差较大，而细胞快速增殖过程中DNA复制为基因突变创造了先决条件[24]。值得注意的是，同一组织不同个体间突变频率和范围差异均较小，在一定程度上解释了肿瘤发生与年龄的相关性[24]。但不同个体间肿瘤发生的类型、进展速度等各不相同，因此，突变频率和突变模式并非决定肿瘤发生发展的唯一因素，而在肿瘤已经发生之后，突变累积和筛选已经完成，无法追踪到最初始的突变特性。在类器官培养健康组织的基础上，利用各种诱变因子诱导健康组织向肿瘤转化，将极大地加速对肿瘤发生过程的研究。

不管是感染、物理化学诱变剂或是年龄增长导致肿瘤发生，最终都是由于基因突变发生和累加导致正常细胞癌变。因此，结合类器官培养和基因修饰技术可以快速建立肿瘤体外模型，研究肿瘤的发生发展过程。Drost实验室第一次在正常大肠类器官中通过CRISPR技术引入常见的大肠癌突变基因，如APC、TP53、KRAS和SMAD4，研究不同突变体在初始阶段对肿瘤发生的影响[25]。结果显示，突变后的肠类器官生长不依赖于肠干细胞生长维持因子EGF、WNT、R-spondin 1和noggin等，与此同时，他中胚干细胞美容多少钱们还发现APC和TP53的突变是导致染色体不稳定和形成多倍体的关键因素[25]。将基因修饰后的肿瘤类器官皮下移植至免疫缺陷小鼠可以存活，但不会发生转移。而如果将上述诱导的肠癌类器官移植在小鼠盲肠，肿瘤会向肝脏和肺部转移[26, 27]。这一现象说明肿瘤转移需要特定组织微环境的支持，也提示虽然肠癌类器官的生长不依赖于肠干细胞维持因子，这些因子在肿瘤转移过程中必不可少。

肿瘤类器官以其特性模拟人肿瘤组织、可大规模长期稳定培养、容易基因修饰、处理因素可控和表型观察便捷的特性，成为肿瘤基础研究中替代人而又超越实验动物的有力工具。此外，肿瘤类器官作为体外培养体系，非常利于结合最新技术如基因修饰、单细胞分析、高分辨率电子/光学影像等联合应用，将突破肿瘤研究完全依赖于动物实验的时间、技术瓶颈。

3 类器官在肿瘤治疗策略研究的应用

肿瘤治疗是目前生物医学领域最大、最急迫的难题之一。一方面实验室研究越来越多，另一方面新药临床转化效率却依然低下。类器官培养为肿瘤药物快速有效研发提供了新的技术平台。有研究认为肿瘤类器官敏感的药物超过80%的可能性对应的肿瘤患者对该药也敏感，而在肿瘤类器官上无治疗效果的化疗药物对该肿瘤患者也无效。

随着类器官培养技术的迅速发展，越来越多的实验室和医院开始有意识地采集肿瘤类器官及其对应的健康组织类器官，并运用合适的冻存传代方法进行大规模保存，形成类器官库。根据患者信息、组织来源、基因表型等多个方面对类器官进行归类，使之成为公共的肿瘤研究资源，用于评测抗肿瘤药物的肿瘤杀伤效果和正常组织毒副作用。最早于2011年Masahiro Inoue实验室尝试大规模采集肿瘤组织体外成球培养保存[28]，但这一培养方法无法实现正常组织的长期保存。2015年，Hans Clevers团队第一次成功构建了20个结直肠癌患者来源的肿瘤与对应正常组织类器官库[18]。利用这些类器官样本，他们发现只有WNT 拮抗剂泛素连接酶RNF43突变的肿瘤类器官表现出对WNT分泌抑制剂的敏感性[18]。同时，结合类器官的突变表型和药物筛选，他们一方面验证了已知的突变体与特定药物的相关性，另一方面还发现了多个对肿瘤具有杀伤作用的化学药物。此外，由于正常组织类器官对照的存在，在验证药物肿瘤杀伤作用的同时，也能评估其对正常组织的毒副作用，最终选择出肿瘤杀伤强、毒副作用小的化疗药物用于临床。更重要的是，这一类器官库除了用于药物筛选，还被其他项目利用，从基因组和蛋白组学对不同个体肿瘤类器官与正常组织类器官进行对比分析[29]，实现对患者肿瘤状态的精准评估，为肿瘤的个性化治疗提供参考信息。目前已有包括结直肠癌、胰腺导管腺癌、乳腺癌、前列腺癌、肝癌等在内的多个组织肿瘤类器官库，尤其是结直肠癌与乳腺癌，类器官库中患者数目已达到上百个，为肿瘤新药大规模筛选和临床前研究奠定了基础。

借助于肿瘤类器官与对应健康组织类器官库的建立，同时基于肿瘤类器官对药物肿瘤杀伤效果预测的准确性，可以在制定肿瘤患者治疗策略前，一方面通过检测肿瘤类器官的突变体类型，确定可能起作用的候选药；另一方面利用肿瘤类器官对药物进行筛选，获得在类器官上对肿瘤有杀伤作用而对健康组织毒副作用较小的药物，应用于临床，真正实现肿瘤的个体化治疗。这一策略不仅适用于化疗药物的选择，更有利于免疫疗法的有效性评估。与化疗药物的普遍性杀伤不同，免疫疗法具有较高的特异性，更需要直接来源于患者的样本进行临床前检测。利用肿瘤类器官与免疫细胞共培养，可以快速有效地检测免疫细胞对肿瘤细胞的杀伤作用。研究发现特定T细胞亚群与乳腺癌肿瘤类器官共培养后，可以显著性杀伤三阴性乳腺癌细胞[30]。最近，Emile E. Voest实验室利用外周血单个核细胞与肺癌或结直肠癌肿瘤类器官共培养诱导出一群肿瘤特异性T细胞[31]。进一步研究发现这群肿瘤杀伤性T细胞不会攻击正常组织类器官[31]，说明通过肿瘤类器官中的新抗原表位获得杀伤细胞用于临床肿瘤个体化免疫治疗具有很好的应用潜能。

4 展望

类器官在肿瘤研究中的应用目前尚处于起步阶段，但不管是在基础研究还是临床转化，均获得了很好的研究成果。相对于肿瘤细胞系培养和小鼠异种移植，类器官具有培养成功率高、能快速获得大规模资源库、同时可以采集对应的正常组织对照、最接近患者真实信息等多个优势，但目前类器官培养也存在许多问题亟待解决。首先虽然类器官本身去除了异种移植鼠源进化的问题，但目前3D培养用的基质胶来源于小鼠，且一些类器官培养还需要加小牛血清等动物源物质，可能对细胞性质与药物筛选过程中的反应性有未知的影响。因此，无血清培养基、非动物来源基质胶等是目前类器官研究的重点之一。此外，利用成体干细胞培养获得的类器官成分依然比较单一，血管、基质和免疫系统均缺失，也有许多研究关注于类器官中肿瘤微环境的构建。最后，目前仅仅上皮细胞源肿瘤成功构建了类器官，而非上皮细胞类肿瘤如血液细胞肿瘤是否能进行类器官培养尚且未知。虽然类器官培养在肿瘤研究中还存在一定的问题，但这一技术的确搭建了从基础到临床转化的快速通道，为肿瘤新药研究和个体化治疗提供了新的平台。

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肺成纤维细胞为什么要和巨噬细胞一起进行原代共培养

大家都知道，肺是我们的呼吸器官，吸收大量危害人体的物质，容易感染，因此成纤维细胞里应该会含有病菌容易死亡，巨噬细胞作为具有免疫活性并能吞噬的细胞，消除病菌，稳定细胞生长

免疫细胞有哪些？它们的功能是什么？

免疫细胞包括淋巴细胞、树突状细胞、单核/巨噬细胞、粒细胞、肥大细胞等。

免疫细胞（immune cell）俗称白细胞，包括淋巴细胞和各种吞噬细胞等，也特指能识别抗原、产生特异性免疫应答的淋巴细胞等。淋巴细胞是免疫系统的基本成分，在体内分布很广泛，主要是T淋巴细胞、B淋巴细胞受抗原刺激而被活化（activation），分裂增殖、发生特异性免疫应答。

除T淋巴细胞和B淋巴细胞外，还有K淋巴细胞和NK淋巴细胞，共四种类型。T淋巴细胞是一个多功能的细胞群。除淋巴细胞外，参与免疫应答的细胞还有浆细胞、粒细胞、肥大细胞、抗原呈递细胞及单核吞噬细胞系统的细胞。

1、T淋巴细胞

即胸腺依赖淋巴细胞（thymus dependent lymphocyte）。亦可简称T细胞。来源于骨髓的多能干细胞（胚胎期则来源于卵黄囊和肝）。目前认为，在人体胚胎期和初生期，骨髓中的一部分多能干细胞或前T细胞迁移到胸腺内，在胸腺激素的诱导下分化成熟，成为具有免疫活性的T细胞。

2、B淋巴细胞

亦可简称B细胞。来源于骨髓的多能干细胞。在禽类是在法氏囊内发育生成，故又称囊依赖淋巴细胞（bursa dependent lymphocyte）/骨髓依赖性淋巴细胞简称B细胞，是由骨髓中的淋巴干细胞分化而来。与T淋巴细胞相比，它的体积略大。

这种淋巴细胞受抗原刺激后，会增殖分化出大量浆细胞。浆细胞可合成和分泌抗体并在血液中循环。B细胞淋巴瘤是一种最常见的淋巴细胞白血病，有关这种疾病的研究不断涌现。

3、K淋巴细胞

又称抗体依赖淋巴细胞，直接从骨髓的多能干细胞衍化而来，表面无抗原标志，但有抗体IgG的受体。发挥杀伤靶细胞的功能时必须有靶细胞的相应抗体存在。靶细胞表面抗原与相应抗体结合后，再结合到K细胞的相应受体上，从而触发K细胞的杀伤作用。

4、NK淋巴细胞

NK细胞（natural killer cell，自然杀伤细胞）是与T、B细胞并列的第三类群淋巴细胞。NK细胞数量较少，在外周血中约占淋巴细胞总数的15%，在脾内约有3%~4%，也可出现在肺脏、肝脏和肠粘膜，但在胸腺、淋巴结和胸导管中罕见。

NK细胞较大，含有胞浆颗粒，故称大颗粒淋巴细胞。NK细胞可非特异直接杀伤靶细胞，这种天然杀伤活性既不需要预先由抗原致敏，也不需要抗体参与，且无MHC限制。

扩展资料：

免疫细胞的原理机制

同体液免疫一样，细胞免疫的产生也分为感应、反应和效应三个阶段。其作用机制包括两个方面：⑴致敏T细胞的直接杀伤作用。当致敏T细胞与带有相应抗原的靶细胞再次接触时，两者发生特异性结合，产生刺激作用，使靶细胞膜通透性发生改变。

引起靶细胞内渗透压改变，靶细胞肿胀、溶解以致死亡。致敏T细胞在杀伤靶细胞过程中，本身未受伤害，可重新攻击其他靶细胞。参与这

种作用的致敏T细胞，称为杀伤T细胞。⑵通过淋巴因子相互配合、协同杀伤靶细胞。如皮肤反应因子可使血管通透性增高，使吞噬细胞易于从血管内游出。

巨噬细胞趋化因子可招引相应的免疫细胞向抗原所在部位集中，以利于对抗原进行吞噬、杀伤、清除等。由于各种淋巴因子的协同作用，扩大了免疫效果，达到清除抗原异物的目的。

在抗感染免疫中，细胞免疫主要参与对胞内寄生的病原微生物的免疫应答及对肿瘤细胞的免疫应答，参与迟发型变态反应和自身免疫病的形成，参与移植排斥反应及对体液免疫的调节。也可以说，在抗感染免疫中，细胞免疫既是抗感染免疫的主要力量，参与免疫防护；又是导致免疫病理的重要因素。

T细胞是细胞免疫的主要细胞。其免疫源一般为：寄生原生动物、真菌、外来的细胞团块（eg：移植器官或被病毒感染的自身细胞）。细胞免疫也有记忆功能。

参考资料来源：百度百科-免疫细胞

免疫细胞疗法有什么作用

免疫细胞疗法的作用：

1、免疫细胞治疗通过体外培养、增殖、激活，回输体内即可诱导自体抗病毒免疫应答，人体抗病毒免疫一旦被激活就会源源不断产生抗病毒的物质杀灭病毒。

2、有杀伤肿瘤细胞作用的T细胞经激活后在体内大多数变为记忆细胞储存在淋巴组织内，为彻底清除肿瘤细胞和防治转移复发提供了长期保护。

它的主要过程是从癌症病人身上分离免疫T细胞，利用基因工程技术给T细胞加入一个能识别肿瘤细胞，并且同时激活T细胞杀死肿瘤细胞的嵌合抗体，再经过体外培养，大量扩增CAR－T细胞，然后将细胞输回病人体内。

扩展资料：

中国免疫细胞治疗发展

1、从2009年原卫生部按照《医疗技术临床应用管理办法》将部分免疫细胞治疗作为第三类医疗技术进行准入管理至今，国内的免疫细胞治疗发展势头良好。

2、2017年10月份，国家批准了免疫细胞产品EAL的临床试验，用以评价EAL预防原发性肝癌根治性术后复发的疗效和安全性，以延长患者生存期，提高生活质量。

3、该试验研究具有一定筛选条件，需要同时满足理解并自愿签署知情同意书、年龄18周岁至75周岁等6项条件，才符合该项研究的纳入标准。该项试验研究主要针对原发性肝细胞癌患者，在治疗前需接受原发性肝癌根治性手术。

参考资料：百度百科-生物免疫细胞治疗

参考资料：人民网-“免疫疗法”到底靠不靠谱？专家建议：不能盲目轻信